EXPLORATION OF SALT TOLERANCE GENES AND FUNCTIONAL VALIDATION OF CANDIDATE GENES IN SUAEDA AUSTRALIS
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摘要:
研究通过生理生化指标、转录组测序技术和功能验证分析, 系统探讨了南方碱蓬(Suaeda australis)的耐盐机制。在不同盐浓度处理(ST1和ST2)下, 南方碱蓬叶片中抗氧化酶(CAT、SOD、POD)的活性显著增加, 同时丙二醛(MDA)和过氧化氢(H2O2)含量也有所升高, 表明高盐胁迫条件下, 南方碱蓬通过增强抗氧化系统来减轻氧化损伤。转录组分析结果显示, 共2434个基因发生差异表达, 其中1568个基因上调, 866个基因下调。进一步进行GO和KEGG富集分析发现, 差异表达基因主要涉及抗氧化反应、渗透调节、信号转导及碳代谢等关键生物过程。此外, 共鉴定出146个盐胁迫响应相关的转录因子。RTq-PCR验证结果与转录组数据一致, 进一步证实了这些基因在盐胁迫响应中的关键作用。特别是MYB家族基因Sau00119, 其在ST2中显著上调, 揭示其在南方碱蓬耐盐机制中发挥着关键作用。研究为理解南方碱蓬的耐盐机制提供了新的见解, 并为耐盐植物的遗传改良提供了潜在的基因靶点。
Abstract:Suaeda australis, a key halophytic species in southern China’s coastal ecosystems, plays a vital role in stabilizing fragile ecosystems due to its remarkable salt tolerance. Addressing escalating coastal soil salinization, this study systematically investigated the molecular mechanisms underlying its salt adaptation through integrated physiological, transcriptomic, and functional validation approaches. Under different salt concentration treatments (ST1 and ST2), S. australis exhibited significantly enhanced activities of antioxidant enzymes (CAT, SOD, POD) alongside elevated malondialdehyde (MDA) and hydrogen peroxide (H2O2) levels, indicating activation of antioxidant defenses to mitigate oxidative damage under high-salinity stress. Transcriptome profiling identified 2434 differentially expressed genes (1568 upregulated and 866 downregulated). Gene Ontology (GO) and KEGG enrichment analyses revealed these genes to be predominantly associated with antioxidant responses, osmotic regulation, signal transduction, and carbon metabolism. Additionally, a total of 146 transcription factors related to salt stress response were identified. The RTq-PCR validation results were consistent with transcriptome data, further confirming the critical role of these genes in the salt stress response. Notably, the MYB family gene Sau00119 was significantly upregulated in ST2, highlighting its crucial role in the salt tolerance mechanism of S. australis. These findings provide new insights into the salt tolerance mechanism of S. australis and offers potential gene targets for the genetic improvement of salt tolerant plants.
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中国盐碱地涉及17个省区, 主要分布于东北、华北、西北和沿海地区[1], 其分布面积广, 是重要的后备土地资源。盐胁迫是影响植物生长发育的重要因素之一[2]。沿海湿地是中国盐碱地中的重要的土地类型, 在缓解气候变化、储存碳和维持生物多样性方面发挥着重要作用[3—5]。但由于沿海湿地土壤含盐量高、结构差[6]、外在面临土壤侵蚀、水质污染等诸多问题, 大多数植物无法生长[7]。为避免沿海湿地土壤盐渍化程度不断加重, 开发和提升植物耐盐性成为趋势。南方碱蓬(Suaeda australis)属于藜科(Chenopodiaceae)碱蓬属(Suaeda)多年生盐生灌木, 主要分布在大洋洲、日本南部[8]及我国广东、广西、海南、福建、台湾和浙江等滨海盐碱地和红树林边缘[9, 10]。南方碱蓬叶片提取物具有抗氧化和抗菌活性[11], 并且其幼苗可用作牛、骆驼和山羊补充饲料[12]。南方碱蓬作为典型的盐生植物, 能改善沿海盐碱地, 减少污染, 保护海岸线。碱蓬属植物长期生长于极端盐碱环境[13, 14], 进化出特殊的叶片肉质化结构, 使得植物的细胞体积增大, 可以吸收和贮存更多的水分, 从而稀释叶片细胞中盐离子浓度, 维持叶片细胞的渗透平衡并将大量的盐分隔离在液泡中, 减少对原生质的渗透胁迫及离子胁迫, 因此, 更易于适应盐碱的生长环境[15, 16]。在过去的几十年中, 沿海湿地盐度的极端波动导致潮间带的盐度增加, 南方碱蓬的栖息范围因此逐渐转移到盐度较低的潮上带[17]。此外, 近年来南方碱蓬的群体数量大幅下降[18]。目前, 针对南方碱蓬耐盐机制的研究尚未有相关报道, 在碱蓬属其他物种中已取得一定进展, 但也多集中于生理生化方面[19—21], 也有少量关于分子水平的报道, 例如基于盐地碱蓬(Suaeda salsa)转录组技术鉴定了多个与光合作用(PSB33和ABA4)、活性氧(TAU9和PHI8)和转录调控(HB-7和MYB78)通路相关的候选基因, 这些基因编码的蛋白可以缓解盐胁迫带来损伤[22], 但也尚未报道其具体的分子调控机制。因此, 深入研究南方碱蓬的耐盐分子机制, 对南方碱蓬种质资源的保护具有重要意义。虽然目前关于碱蓬属植物(主要是盐地碱蓬)耐盐机制的研究报道较多, 但主要集中在生理响应层面, 本试验将结合转录组学和生理指标等手段, 系统地分析南方碱蓬在盐胁迫下的基因表达及生理指标变化。通过挖掘关键耐盐基因, 揭示其耐盐性的分子基础, 以期为南方碱蓬耐盐机制研究提供理论依据。
1. 材料与方法
1.1 试验材料
供试材料南方碱蓬栽植于浙江海洋大学渔业生态与生物多样性实验室。为模拟南方碱蓬适生的潮间带和潮上带不同盐浓度生境, 对试验材料进行盐胁迫处理(ST)。由于南方沿海湿地潮间带区域盐分较高(约15—20 g/kg), 潮上带盐分较低(约5—10 g/kg)[7, 17]。因此, 本研究选择10 g/kg (ST1)和18 g/kg (ST2)分别模拟潮上带和潮间带的典型盐分梯度, 以覆盖南方碱蓬自然分布区的主要盐胁迫范围。试验材料均采集自浙江省舟山市定海区沿海岸(北纬30°02′, 东经122°11′), 为1年生幼苗, 直至幼苗长出新根后, 进行盐胁迫处理10d后天采集叶片样本, 经液氮冷冻置于–80℃保存, 用于后续RNA的提取。每个叶片样本设置3个生物重复。
1.2 盐处理生理指标测定
以南方碱蓬叶片为材料, 超氧化物歧化酶(SOD)测定方法采用氮蓝四唑光化还原法[23]; 过氧化物酶(POD)的测定方法采用愈创木酚法[24]; 丙二醛(MDA)测定方法采用硫代巴比妥酸法[25]; 过氧化氢酶(CAT)的测定方法采用紫外比色法[26]; 过氧化氢(H2O2)的测定方法采用二甲酚橙法[27]。
1.3 植物总RNA提取、文库构建及测序
按照Total RNA Extractor (Sangon)试剂盒使用步骤提取总RNA[28]; 使用 Aglient 2100检测 RNA样本的完整度及纯度[29]。使用NEBNext® UltraTM RNA Library Prep Kit 构建cDNA库。样品的cDNA检测合格后, 据Illumina 短读长测序的要求, 构建插入片段长度为200 bp的cDNA文库, 在Illumina HiSeqTM2000测序平台进行片段的双末端(Paired-End)测序。
1.4 差异表达基因的筛选
利用Hisat2将Illumina测序的双端reads与南方碱蓬基因组进行比对[30]。使用Stringtie计算映射的FPKM (Fragments per kilobase of exon model per million mapped fragments)值[31]。同时, 使用R包DESeq2提取显著性差异的基因(DEGs)[32]。然后再以差异倍数|log2(FoldChange)|>1和P值校正值q value < 0.05为标准, 筛选两种盐浓度下材料的差异表达基因。
1.5 差异表达基因的富集分析
使用R包ClusterProfiler软件将筛选到的差异表达基因进行GO和KEGG富集分析[33]。采用TBtools 软件绘制差异表达基因的表达热图。
1.6 RTq-PCR实验方法
选择与盐胁迫相关的6个差异表达基因(Sau03425、Sau00329、Sau00640、Sau00182、Sau00119、Sau10907)进行RTq-PCR分析。引物通过在线软件Primer3Plus (https://www.primer3plus.com/index.html)设计, 并由北京擎科新业生物科技有限公司(北京, 中国)合成(表 1)。染料使用SYBR qPCR Master MIX (Vazyme), 并在StepOnePlus (Applied Biosystem, 美国)上进行RTq-PCR。使用18S核糖体RNA作为内参。相对基因表达量的计算方法参考Qu等[34]。
表 1 引物序列及基因产物大小Table 1. Primer sequences and product size of genes基因
Gene引物序列 (5′—3′)
Primer sequences产物大小 (bp)
Product lengthSau03425 CGAGGAGGATGGTGGTGTTC
GCCGCCTCAACCGTATCTTA581 Sau00329 TGTCACAAACCGAGTTTCCCT
TCCAAACCTACAACATCCCCA505 Sau00640 AGCTGCAGTGTGAAGGGTAC
GGAGAGGGGTTTGGTCTTGG
GGAGAGGGGTTTGGTCTTGG
GGAGAGGGGTTTGGTCTTGG508 Sau00182 GCCTCATCCCCTCATCGATC
ACAACACCACCACCACCATT540 Sau00119 AGATGTGGGAAGAGTTGCCG
CACACAGGGTTGGCTAGAGG582 Sau10907 TACTTGAGGCCGGACATTCG
TCTTGGTGGTTTAGACCCGA
TCTTGGTGGTTTAGACCCGA572 18S rRNA GGGTGTTGACCGAGAG
GAGCTCAACCGGAGGT262 注: 18S rRNA为内参基因Note: 18S rRNA represents housekeeping gene 1.7 载体构建及亚细胞定位
利用In-Fusion克隆法将含有KpnⅠ和BamHⅠ限制性内切位点的Sau00119编码区序列插入pCAMBIA2300-35S-eGFP载体中, 构建重组pCAMBIA2300-35S-Sau00119-eGFP载体。随后, 将该重组载体转入GV3101根癌农杆菌(Agrobacterium tumefaciens)菌株中, 用于亚细胞定位和本氏烟草(Nicotiana benthamiana)中的瞬时表达。将制备好的重组菌株接种至含有适当抗生素的30 mLLB培养基中, 于28℃培养16h。以6000 × g离心5min后, 将沉淀重悬于渗透缓冲液(包含无菌去离子水、10 mmol/L MES、150 μmol/L AS和10 mmol/L MgCl2), 并调节至OD600为1.5。在温室中生长的本氏烟草在25℃下, 光/暗周期为16/8。将含有重组菌株的缓冲液注入烟草叶片, 并在培养箱中保存60h。随后, 用DAPI对浸染的烟草叶片中的核酸进行染色, 并使用Leica TCS SP8X DLS激光共聚焦显微镜观察DAPI和GFP信号。
1.8 生理生化指标测定
采用营养土培养的方法, 挑选长势一致的瞬时转化(OE)烟草植株和野生型(WT)烟草植株, 用含有 150 mmol/L NaCl 霍格兰(Hogland)溶液进行处理24h, 对照是正常的Hogland溶液, 每种材料共设置9株烟苗(3株为1个生物学重复), 取第5叶片(去主脉)在液氮中速冻。Hogland溶液下处理下OE、WT材料和盐(NaCl Hogland溶液)胁迫下OES和WTS材料用于超氧化物歧化酶(SOD)、过氧化物酶(POD)和过氧化氢酶(CAT)活性检测, 以及丙二醛(MDA)和过氧化氢(H2O2)含量测定。测定方法参考厂家提供的试剂盒(索莱宝, 北京, 中国)说明书。
2. 结果
2.1 盐处理下南方碱蓬生理生化指标的测定
在两种土壤盐浓度(ST1和ST2)处理下, 本研究发现ST2叶片中的CAT、SOD、POD的活性水平及MDA、H2O2的含量均显著高于ST1样本(图 1)。结果表明, 南方碱蓬生理响应水平在不同盐浓度下均存在差异。
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图 1 不同盐浓度下抗氧化酶活性、丙二醛及过氧化氢含量的测定Figure 1. Determination of antioxidant enzymes, MDA, and H2O2 at different salt concentrations2.2 盐处理下南方碱蓬的转录组分析
对南方碱蓬进行两个盐浓度处理的6个RNA样品经Illumina测序后, 共得到60.90 Gb的Clean bases, 每个文库的Clean reads条数在40.12—65.95 Mb, Q30均超过95.54%, 说明碱基识别的准确性较高。Clean reads与南方碱蓬参考基因组进行比对, 发现样本的比对率均大于94.30%, 证明转录组测序质量较好, 为后续转录组分析奠定基础。将处理ST1和ST2的RNA样品分别命名为ST1-1、ST1-2、ST1-3、ST2-1、ST2-2和ST2-3, 利用Pearson相关性评估样本时发现, ST1的3次生物学重复间的相关系数分别为0.94、0.96和0.96, ST2的3次生物学重复间的相关系数分别为0.89、0.92和0.92, 相同处理下Pearson相关系数均大于, 说明3次生物学重复是可靠的、可重复性较高, 适用于后续差异表达基因的筛选(图 2)。
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图 2 ST1 vs ST2样本间的Pearson相关系数Figure 2. Pearson correlation coefficient between ST1 and ST2samples2.3 盐处理下南方碱蓬差异表达基因筛选及表达模式分析
利用DESeq2软件对两组材料(ST1 vs. ST2)筛选出2434个差异表达基因, 其中1568个基因上调, 866个基因下调。根据差异表达基因的FPKM值绘制表达热图(图 3)。
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图 3 盐处理下差异表达基因的总热图Figure 3. Total heat map of differentially expressed genes under salt treatment在差异表达基因中共鉴定出146个转录因子(Transcription, factors, TFs) (包括MYB、ERF、MADS-box、bHLH、NAC、B3等), 其中MYB和ERF家族的基因数量最多, 分别有17个和12个基因可能参与南方碱蓬幼苗盐胁迫的响应。在ST1 vs. ST2比较组中, 共发现105个(71.9%)TFs上调, 说明这些转录因子在盐胁迫下被激活。其中, MYB家族基因(Sau00119、Sau00120、Sau01818、Sau02923、Sau07114、Sau08091、Sau09523、Sau10061、Sau10907、Sau13069、Sau13875、Sau13905、Sau14206、Sau19154、Sau19637、Sau22182)的表达量在盐胁迫处理下显著上调, 表明16个MYB转录因子参与南方碱蓬幼苗对于盐胁迫的反应; ERF家族基因(Sau17275、Sau00330、Sau05829、Sau21799、Sau00329)的表达量在盐胁迫处理下显著上调, 表明5个ERF转录因子参与南方碱蓬幼苗对于盐胁迫的反应。ST1 vs. ST2比较组中, 共发现41个(28.1%)转录因子下调, MYB家族基因Sau08883和ERF家族基因(Sau12817、Sau14406、Sau14005、Sau04974、Sau02175、Sau10307、Sau12878)在胁迫后下调表达, 表明这些转录因子在盐胁迫下的转录是受到抑制的。结果表明, 146个转录因子在南方碱蓬幼苗的耐盐响应途径中发挥着重要作用。
2.4 差异表达基因的富集分析
为鉴定到南方碱蓬在不同盐胁迫条件下影响差异表达基因的参与的生物过程、分子功能、细胞成分和代谢过程, 对差异表达基因进行GO通路和KEGG富集分析。GO富集分析结果表明, 在盐胁迫条件下南方碱蓬的差异基因主要分布在淀粉和蔗糖代谢(Starch and sucrose metabolism)、光合作用(Photosynthesis)、碳代谢作用(Carbon metabolism)、光合生物中的碳固定(Carbon fixation in photosynthetic organisms)、氨基糖和核苷酸糖代谢(Amino sugar and nucleotide sugarmetabolism)等通路(图 4)。
KEGG富集分析结果表明, 差异基因较多富集的通路为长链脂肪酸代谢过程(Very long-chain fatty acid metabolic process)、过渡金属离子运输(Transition metal ion transport)、硫类氨基酸的代谢过程(Sulfur amino acid metabolic process)、线粒体基因组维持(Mitochondrial genome maintenance)等通路(图 5)。
2.5 RTq-PCR验证
为验证转录组测序(RNA-seq)结果的可靠性, 筛选了5个上调表达的差异表达基因(Sau00329、Sau00640、Sau00182、Sau00119、Sau10907)和1个下调表达的差异表达基因(Sau03425)进行RTq-PCR验证。结果显示, RTq-PCR与RNA-seq 两者表达趋势一致, 表明RNA-seq的试验结果是可靠的(图 6)。
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图 6 南方碱蓬ST1和ST2样本之间6个差异表达基因的表达模式比较(RT-qPCR和 RNA-seq)Figure 6. Comparisons of expression patterns of six DEGs obtained by RTq-PCR and RNA-seq analysis between ST1 and ST2samples of Suaeda australis2.6 盐胁迫对对转Sau00119基因烟草生理生化指标的影响
在上述6个差异表达基因中, Sau00119与本氏烟草中已知的MYB家族蛋白显示出较高的同源性(基于BLASTP的Percent Identity超过60%, E-value为1e-5), 表明Sau00119蛋白可能具有功能保守性。为了研究Sau00119蛋白的亚细胞定位, 构建了Sau00119与GFP融合的载体, 用于本氏烟草叶片细胞中的瞬时表达实验。Sau00119-GFP融合蛋白均与DAPI (4′, 6-二脒基-2苯基吲哚)在细胞核中共定位(图 7)。
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图 7 Sau00119的亚细胞定位通过GFP信号和DAPI染色确定Sau00119-GFP与细胞核共定位; GFP作为阴性对照Figure 7. Subcellular localization of Sau00119The colocalization of Sau00119-GFP and nuclei was determined by the GFP signal and DAPI staining; GFP was used as a negative control为进一步研究Sau00119对烟草耐盐性作用, 对瞬时转化Sau00119烟草植株(OE和OES)及野生型烟草植株(WT和WTS)进行生理指标(SOD、POD、CAT、MDA和H2O2)的测定。与OE和WT烟草相比, OES和WTS的生理生化指标均有增加(图 8)。与WTS烟草相比, SOD、POD和CAT活性均显著增加, 而H2O2和MDA含量均有所降低(图 8)。这表明在盐胁迫下, 过表达Sau00119基因可以通过提高烟草POD、SOD、CAT活性及降低MAD和H2O2含量来缓解盐胁迫对烟草细胞的损害。
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图 8 南方碱蓬WT, OE, WTS和OES样本之间生理生化指标比较Figure 8. Comparisons of physiological and biochemical traits among WT, OE, WTS, and OES samples of Suaeda australis3. 讨论
盐胁迫可以抑制植物生长, 破坏细胞结构, 严重则导致植物的死亡[35]。在盐胁迫下, 植物通过形态、生理和基因表达等方面消除盐害和维持离子平衡[36]。本研究评估了ST1和ST2南方碱蓬的抗氧化酶(SOD、POD和CAT)活性、MDA和H2O2含量, 研究了南方碱蓬的耐盐机制。本文通过RNA-seq分析、GO注释、KEGG通路富集、RTq-PCR和功能验证分析, 筛选和鉴定关键候选基因, 研究南方碱蓬在盐胁迫中的分子响应机制, 为南方碱蓬耐盐调控机理及抗逆遗传改良提供了参考。
在不同盐浓度处理下, 南方碱蓬生理生化指标发生显著差异。相比于ST1, 较高盐浓度(18 g/kg)处理组(ST2)中的抗氧化酶活性(如CAT、SOD和POD)、MDA和H2O2含量显著增加。这表明高盐胁迫引发了细胞氧化应激反应, 激发了抗氧化防御系统以减轻活性氧(ROS)的累积和氧化损伤[37]。此外, MDA和H2O2含量的增加也提示在高盐条件下细胞膜的损伤更加严重, 表明植物在高盐环境中可能面临更大的氧化压力[38]。
通过对ST1 vs. ST2比较组RNA-seq数据的分析, 鉴定出2434个差异表达基因, 推测这些差异表达基因与盐胁迫响应密切关联。通过KEGG和GO富集分析发现, 大量的基因参与了抗氧化、渗透调节、信号转导、淀粉和蔗糖代谢和光合作用等路径, 推测这些生物过程在南方碱蓬应对盐胁迫中起到重要[39]。此外, 本研究发现了大量的MYB和ERF家族基因在盐胁迫下(ST2)差异表达。其中, MYB转录因子已被发现参与植物的盐胁迫响应, 并且其下游多个靶基因也已被鉴定。例如, 在拟南芥中, 过表达AtMYB49可以通过结合下游MYB41、ASFT、FACT和CYP86B1的启动子来增强盐胁迫耐受性[40]。在水稻中, OsMYB91的表达在盐胁迫条件下被诱导, 从而促进SLR1的表达并增强 ABA的积累[41]。ERF转录因子被认为是参与胁迫响应和乙烯信号通路中最重要的下游调控因子, 在植物盐胁迫响应中起重要作用[42]。例如, 对盐敏感基因型陆地棉和耐盐基因型幼苗进行盐胁迫处理, 发现两个ERF家族基因(Gh_A08G192800和Gh_D10G108100)的表达量分别在盐敏感基因型陆地棉中发生上调和下调, 表明它们在棉花盐胁迫反应中起着重要作用[43]。在本研究中, 16个MYB和5个ERF家族基因上调, 1个MYB和7个ERF家族基因下调。因此, 这些转录因子可能通过调控下游耐盐相关基因的表达来增强南方碱蓬的耐盐性。
RTq-PCR验证了RNA-seq结果的可靠性, 选取的6个差异表达基因在不同盐处理组中均表现出一致的表达趋势。这一结果证明了RNA-seq数据的可信度, 并进一步支持了这些基因在盐胁迫响应中的潜在作用。MYB家族基因(Sau00119)在盐胁迫下的上调表达提示其可能在调控南方碱蓬的耐盐机制中发挥关键作用, Sau00119显示出更高的同源性76.76%(与烟草中的MYB家族基因)。在瞬时转化烟草中过表达Sau00119基因后, 发现转基因植株(OES)在胁迫条件下的抗氧化酶活性(如SOD、POD、CAT)显著提高, 而MDA和H2O2含量减少。上述关于MYB家族基因的在盐胁迫中的作用与前人报道相一致[44, 45]。因此, 我们推测Sau00119基因可以通过增强植物的抗氧化能力, 减少盐胁迫引起的细胞损伤, 从而提高植物的耐盐性。
4. 结论
在盐胁迫条件下, 南方碱蓬叶片中的抗氧化酶(CAT、SOD、POD)活性显著升高, 同时丙二醛(MDA)和过氧化氢(H2O2)含量也显著增加。这表明南方碱蓬在应对盐胁迫时, 通过增强抗氧化酶的活性来降低活性氧(ROS)引起的氧化损伤, 从而保护细胞膜结构的完整性。对差异表达基因进行GO和KEGG富集分析发现, 差异表达基因主要参与抗氧化反应、渗透调节、信号转导及碳水化合物代谢等过程。研究还发现了大量与盐胁迫响应相关的转录因子, 包括MYB和ERF家族基因, 这些基因在ST2中显著上调。Sau00119在烟草中的瞬时转化结果表明, Sau00119基因可以通过提高抗氧化酶活性来缓解盐胁迫对植物细胞的损害。该研究不仅加深了对南方碱蓬耐盐机制的理解, 也为其他耐盐植物的基因改良提供了理论基础和潜在的基因靶点。未来的研究可以进一步探讨这些关键基因的具体功能及其在其他物种中的应用潜力。
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图 1 不同盐浓度下抗氧化酶活性、丙二醛及过氧化氢含量的测定
Figure 1. Determination of antioxidant enzymes, MDA, and H2O2 at different salt concentrations
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图 2 ST1 vs ST2样本间的Pearson相关系数
Figure 2. Pearson correlation coefficient between ST1 and ST2samples
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图 3 盐处理下差异表达基因的总热图
Figure 3. Total heat map of differentially expressed genes under salt treatment
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图 6 南方碱蓬ST1和ST2样本之间6个差异表达基因的表达模式比较(RT-qPCR和 RNA-seq)
Figure 6. Comparisons of expression patterns of six DEGs obtained by RTq-PCR and RNA-seq analysis between ST1 and ST2samples of Suaeda australis
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图 7 Sau00119的亚细胞定位
通过GFP信号和DAPI染色确定Sau00119-GFP与细胞核共定位; GFP作为阴性对照
Figure 7. Subcellular localization of Sau00119
The colocalization of Sau00119-GFP and nuclei was determined by the GFP signal and DAPI staining; GFP was used as a negative control
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图 8 南方碱蓬WT, OE, WTS和OES样本之间生理生化指标比较
Figure 8. Comparisons of physiological and biochemical traits among WT, OE, WTS, and OES samples of Suaeda australis
表 1 引物序列及基因产物大小
Table 1 Primer sequences and product size of genes
基因
Gene引物序列 (5′—3′)
Primer sequences产物大小 (bp)
Product lengthSau03425 CGAGGAGGATGGTGGTGTTC
GCCGCCTCAACCGTATCTTA581 Sau00329 TGTCACAAACCGAGTTTCCCT
TCCAAACCTACAACATCCCCA505 Sau00640 AGCTGCAGTGTGAAGGGTAC
GGAGAGGGGTTTGGTCTTGG
GGAGAGGGGTTTGGTCTTGG
GGAGAGGGGTTTGGTCTTGG508 Sau00182 GCCTCATCCCCTCATCGATC
ACAACACCACCACCACCATT540 Sau00119 AGATGTGGGAAGAGTTGCCG
CACACAGGGTTGGCTAGAGG582 Sau10907 TACTTGAGGCCGGACATTCG
TCTTGGTGGTTTAGACCCGA
TCTTGGTGGTTTAGACCCGA572 18S rRNA GGGTGTTGACCGAGAG
GAGCTCAACCGGAGGT262 注: 18S rRNA为内参基因Note: 18S rRNA represents housekeeping gene 
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